第十节 实验动物体液、骨髓的采集方法
一、实验动物尿液的采集
常用的尿液收集方法有代谢笼法、导尿管法、剖腹采尿法等，为了便于尿液采集，一般在实验前一定时间给动物灌服一定量的水或使动物有一定水负荷。
1.代谢笼法此法适用于大鼠和小鼠，将动物放在特制的笼内，动物排出的大便，可通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到收集尿液的目的。由于大、小鼠尿量较少，各鼠膀胱排空不一致，一般需收集2～5h或更长时间内的尿排出量，为避免实验中尿液的蒸发和损失而导致较大的实验误差，尿液收集管和收集瓶最好连接后密封，实验室温度以20℃左右为好，为了收集到较多尿液减少误差，多在实验前给大小鼠灌服一定量的水（生理盐水）或腹腔注射一定量的生理盐水。一般大鼠5ml/100g灌服，或2ml/100g 腹腔注射，小鼠灌服0.3～0.5ml/10g。
2.导尿管法常用于雄性兔和犬。一般用2kg以上雄兔，按30～60ml/kg给兔灌水，1h后用25%乌拉坦溶液4ml/kg耳静脉麻醉，将兔固定于兔台上，由耳静脉以恒速（用小儿头皮静脉针及恒速静脉输注装置，恒速为2ml/min）注入5%葡萄糖生理盐水，由尿道插入导尿管（顶端应先用液体石蜡涂抹），并压迫下腹部排空膀胱。然后收集正常尿，给药后再收集尿。在收集尿液期间应经常转动导尿管。犬的尿液收集法可参照兔的尿液收集方法。
3.压迫膀胱法有些动物实验，为了某种实验目的，要求间隔一定的时间，收集一次尿液，以观察药物的排泄情况。动物轻度麻醉后，实验人员用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。当加的压力足以使动物膀胱括约肌松弛时，尿液就会自动由尿道排出。此法适合于家兔、猫、犬等较大动物。
4.输尿管插管法动物麻醉后（一般用犬等较大动物），固定于手术台上，剪毛、消毒，于耻骨联合上缘之上在正中线做皮肤切口（长3～4cm），沿腹白线切开腹壁及腹膜，找到膀胱翻出腹外，辨认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位（即膀胱三角）后，细心地分离出两侧输尿管，分别在靠近膀胱处穿线结扎，在离此结扎点约2cm处的输尿管近肾段下方分别穿一根丝线，用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，分别插入充满生理盐水的细塑料管（插入端剪成斜面）用留置的线结扎固定，可见到尿滴从插管中流出（头几滴是生理盐水），塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上，以便记录尿量。在实验过程中应经常活动一下输尿管插管，以防阻塞。在动物切口和膀胱处应以温湿的生理盐水纱布覆盖。
5.膀胱瘘管法一般用犬等较大动物，麻醉后固定于手术台上，无菌操作在下腹部做手术剪口，长为6～8cm，从切口处取出膀胱，将金属套管插入膀胱，套管应当用小型而其底的边缘应向下翻成杯状，以免当膀胱缩小时损伤膀胱壁。用粗线在膀胱体部的前壁穿过肌肉层做一椭圆形荷包缝线。在荷包缝线下面用手夹住膀胱体部，然后顺着荷包口缝成的长轴切开膀胱，两端保留长3～4mm的边缘。用小钩钩住切口的两端，将套管底盘插入膀胱腔内，随着把荷包口缝线结扎紧，其次，将套管固定在腹壁切口上，同时缝合腹壁切口。平时用套管塞塞住瘘管口，实验时将其打开，用橡皮带将一漏斗绑到膀胱瘘管上，漏斗下面放小瓶收集尿液。
6.穿刺膀胱法动物麻醉后固定于手术台上，在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺，入皮后针头应稍改变一下角度，以免穿刺后漏尿。
7.剖腹采尿法同穿刺法做术前准备，皮肤准备范围应大一点，剖腹暴露膀胱，用无齿小平镊夹住一小部分膀胱壁，然后将针在小镊夹住的膀胱部位直视穿刺抽取尿液。抽尿时应避免针头贴在膀胱壁上而抽不出尿液。
8.反射排尿法适用于小鼠，如需采取少量尿液时，可提起小鼠，将小鼠排出的尿液吸取供实验用。因小鼠被人抓住尾巴提取时排便反射比较明显，也可抓取小鼠引起小鼠反射排尿。
二、实验动物胆汁的采集
1.胆囊瘘管法挑选胸廓宽广平坦的犬做实验，麻醉后做腹壁切口，由剑突起沿中线向下切开8～10cm。结扎总胆管前，须先剥离出约1.5cm，在剥离段的两极端各用一线结扎，再在两结扎间把总胆管切去约1cm，以防总胆管再行接通，用纱布剥离法把胆囊和肝组织分离，直到胆囊管为止。处理胆囊有2种方法，一种是安置一个金属套管于胆囊内，通过腹壁上的切口引至腹壁外；另一种是把胆囊底固定于腹壁筋膜，直接开口于皮外。插一直径约1cm 的短橡皮管于胆囊腔内，再以两根丝线把橡皮管固定好，此橡皮管为短时间引流用，6～7天后可取去。最后缝合腹壁中线切口。
术后应注意引流通畅，收集胆汁时，使犬站立在架上，用7cm长的橡皮管插入胆囊，外面罩以玻璃漏斗（漏斗柄内经与橡皮管外径相当），橡皮管的下端穿过漏斗柄通入试管内。胆瘘管伤口周围的脓样黏液可存积于漏斗上，不混入胆汁中。
2.总胆管插入法大鼠急性实验；大鼠灌2.5ml生理盐水，用1.2g/kg乌拉坦腹腔注射麻醉，然后将大鼠仰卧固定。腹部正中线剃毛后切开皮肤及腹膜2cm，从幽门向下找到十二指肠乳头部，再追踪总胆管，轻轻剥离，从总胆管下面穿过2根细线，将靠近乳头部的线扎牢固定，将充满生理盐水的头皮针管向肝脏方向插入总胆管，用另一根线扎牢，确认有胆汁流出后用橡皮胶布将塑料管固定，由此管收集胆汁。头皮针插入总胆管后，注意勿使其扭曲，以免影响胆汁引流不畅。
犬慢性实验，犬麻醉后，在右侧腹直肌上切开腹壁，寻出胆囊和总胆管，靠近十二指肠结扎总胆管，切除胆囊或将它隔离任其萎缩，即在胆囊的颈部用2根丝线结扎，并在两结扎间切断。再抽出胆囊中的胆汁，胆囊即逐渐萎缩，插入总胆管所用套管是用玻璃做成，一端较尖，并且在尖端有凸出的边缘，便于插入总胆管内，另一端连接一条软胶管，其次为一个“U”形玻璃管再接一个硬橡胶管，穿出腹壁外，橡皮管在体外的一端则先通过一个“T”形管，一端连续一个橡皮囊以收集胆汁，另一端则连接于一段短橡皮管作为自由开口。用普通插套管方法将套管插入总胆管内，用中等粗的丝线结扎2次，然后在套管下将总胆管切断。硬橡皮管在腹壁上的开口，是做在近右肋骨下缘的乳头线上，并且要做成斜的，最后缝合腹壁切口。手术完毕后，用布将橡皮囊及纱布包好，取胆汁时打开此布包，通过“T”形管自由端将胆汁从橡皮囊中抽出，再换以消毒棉花纱布。
3.用十二指肠瘘管收集胆汁法犬麻醉后，沿中线切开腹壁，由总胆管入十二指肠的开口周围寻出胰腺小导管，结扎并切断。然后在十二指肠上正对着的总胆管开口处做一纵切口，对准该开口安置一相当大小的瘘管套管，套管的直径约1.7cm，随即在腹壁右侧做一个穿透切口，将套管通到皮外，用套管塞将管口塞紧，最后缝合腹壁切口。收集胆汁时，使犬站在犬架上，将套管塞打开，即开始收集胆汁。
三、实验动物胰液的采集
在动物实验中，主要是通过胰总管的插管而获得胰液，犬的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。犬的麻醉、解剖同胆汁收集法。
大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，即可收集到胰液。也可通过制备胰瘘来获得胰液。
四、实验动物淋巴液的采集
淋巴液的采集比较困难，一般主要采集大动物的淋巴液，常用的大量收集淋巴液的方法是解剖出胸导管后插管收集淋巴液。
以大鼠为例，取成年雄性大鼠、麻醉、固定、消毒、从剑突起沿其左侧肋缘向下外方做一长约5cm的切口，再从剑突向下做正中切开，暴露横膈与腹主动脉，胸导管紧贴在腹主动脉的左后侧，在胸导管上剪一斜口，将塑料插管的顶端插入，即可见乳白色的淋巴液流出。
五、实验动物唾液的采集
犬颌下腺排泄管插管法：犬经麻醉后仰卧固定在手术台上，向后肢静脉内插入一静脉插管，需要时可通过插管进行追补麻醉。由下颌部开始进行颈部剃毛，做皮肤切开，找到颌下腺排泄管、舌下腺排泄管、舌神经及鼓索神经。在颌下腺排泄管上切一小口，然后插入聚乙烯管，固定结扎，在舌神经头端结扎、切断，保留鼓索神经。当刺激舌神经外周端时有唾液流出。为便于观察刺激引起的唾液在管内上升的高度，可在管的末端注入红墨水等带色液体。
六、实验动物阴道液的采集
1.棉拭子法用消毒棉拭子旋转插入动物阴道内，然后在阴道内轻轻转动几下后取出，即可进行涂片镜检，有的实验动物如大、小鼠等，其阴道液较少，取其阴道液时，可用先浸湿后又挤尽无菌生理盐水的棉拭子取阴道液，这种棉拭子比干棉拭子容易插入阴道。对体形较大的实验动物，也可先按摩或刺激其阴部，而后再采集其阴道液。
2.滴管法用已消毒的钝头滴管吸取少量无菌生理盐水插入动物阴道内，然后挤出生理盐水后又吸入，这样反复几次后，吸取阴道冲洗液滴于玻片上涂片、染色、镜检。
七、实验动物精液的采集
1.人工阴道采集精液体形较大的实验动物，如犬、猪、羊等，可用一专门的人工阴道套在发情的雄性动物阴茎上，采集精液。也可将人工阴道置入雌性动物阴道内，待动物交配完毕后，取出人工阴道采集精液。还可将人工阴道固定在雌性动物外生殖器附近，雄性动物阴茎开始插入时，立即将其阴茎移入人工阴道口，待其射精完毕后采集人工阴道内的精液。
2.阴道栓采集精液大、小鼠雌雄交配后，24h内可在雌性动物阴道口出现白色透明的阴道栓，这是雄鼠的精液和雌鼠阴道分泌液在阴道内凝固而成的，取阴道栓涂片染色可观察到凝固的精液。
3.其他采集精液法将发情的雌性动物放在雄性动物当中，当雄性动物被刺激发情后，立即将雄性动物分开，再用人工法刺激其射精。也可通过按摩雄性动物的生殖器或用电刺激其发情中枢或性敏感区，使其射精。
八、实验动物前列腺液的采集
对于体形较大的实验动物，可用手按摩雄性动物前列腺部位，使腺体分泌来采集前列腺液。
九、实验动物乳汁的采集
1.人工按摩法用手抚摩哺乳期动物的乳头，可使乳汁自动流出，也可朝乳头方向加压按摩动物乳房，可挤出大量乳汁。
2.吸奶器吸奶法采用吸奶器吸在动物乳头上，造成负压使乳汁被动吸出。
十、实验动物粪便的采集
小动物用动物代谢笼，即可采集尿又可采集粪便，大动物如猴、犬则可圈养，选择新鲜大便，收入洁净容器内，取内层粪便分析。
十一、实验动物骨髓的采集
大动物骨髓采集法与人的骨髓采集法很相近，多采取活体穿刺取骨髓的方法，一般取胸骨、肋骨、髂骨、胫骨和股骨的骨髓（这些部位是有造血功能的骨组织）。对于小动物因体形小，骨骼小，不易穿刺，一般采用处死后由胸骨或股骨采集骨髓供实验用。
1.大鼠、小鼠骨髓的采集动物脱臼处死后，解剖剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取一定量的Hank’s液冲洗出胸骨或股骨中的全部骨髓液备用。如取少量骨髓做检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上，也可用针头插入骨髓腔后取出骨髓，将骨髓移到有（同种动物）血清的玻片上，混匀后涂片晾干即可染色检查。
2.大动物骨髓的采集犬等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺法。动物麻醉后固定，局部脱毛，消毒皮肤，估计皮肤到骨髓的距离，把骨髓穿刺针的长度固定好，操作人员用左手把穿刺点周围的皮肤拉紧，右手将穿刺针在穿刺点垂直刺入，穿入牢固后，轻轻左右旋转穿刺针钻入，当穿刺针进入骨髓腔时常有落空感。犬骨髓的采集，一般采用髂骨穿刺。
犬等大动物常用的骨髓穿刺点：胸骨穿刺部位是胸骨体与胸骨柄连接处；肋骨，穿刺部位是第5～7肋骨各自的中点；胫骨穿刺部位是内侧胫骨头下1cm处；髂骨穿刺部位是髂上棘后2～3cm的嵴部；股骨穿刺部位是股骨内侧，靠下端的凹面处。如果穿刺采用的是肋骨，穿刺后要用胶布封贴穿刺孔，防止发生气胸。
第十一节 实验动物的急救措施
实验中因麻醉意外、大失血、严重的创伤、窒息等各种原因，可使动物血压急剧下降甚至测不到，呼吸极慢而不规则甚至停止，角膜反射消失等临床死亡表现时，应立即进行急救，急救方法可根据动物情况而定。
1.注射强心剂静脉注射0.1%肾上腺素1ml，必要时直接做心内注射，当动物注射肾上腺素后，如心脏已搏动但极为无力时，可从静脉或心腔内注射1%氯化钙5ml。此种抢救方法适用于犬、兔、猫等大动物。
2.注射呼吸中枢兴奋药每只动物按一次静脉注射25%尼可刹米1ml给药，在动物呼吸抑制状态下兴奋呼吸作用更明显。或每只动物一次静脉注射1%山梗茶碱0.5ml，该药的呼吸兴奋作用迅速而显著，可使呼吸迅速加快加深，血压亦同时升高。该方法适用于大动物。
3.动脉快速注射高渗葡萄糖液一般常采用经股动脉逆血流加压、快速、冲击式的方法注入40%葡萄糖液，可按2～3ml/kg量给大动物注入。注入后可刺激动物血管内感受器，反射性引起血压、呼吸的改善。
4.动脉快速输血、输液一般在做大动物失血性休克或死亡复活等实验时采用。可在动物股动脉插一软塑料套管，连接加压输液装置（血压计连接输液瓶上口，下口通过胶皮管连接塑料套管）。当动物发生临床死亡时，即可加压（180～200mmHg），快速从股动脉输血和低分子右旋糖酐，如实验前动物曾用肝素抗凝，由于微循环血管中始终保持通畅，不出现血管中血液凝固现象，因此就是动物出现临床死亡数分钟，采用此种急救措施仍能救活。
5.针刺针刺人中穴对抢救家兔效果较好。对犬用每分几百次频率的脉冲电刺激膈神经效果较好。
6.人工呼吸可用双手有规律压迫动物胸廓进行人工呼吸；也可行气管分离插管后，连接电动人工呼吸器进行人工呼吸，一旦动物恢复自动呼吸，即停止人工呼吸，当动物呼吸停止，而心搏极弱或刚停止时，可用5%CO2和60%O2的混合气体进行人工呼吸，效果更好。
采用人工呼吸器时，应调整其容量，大鼠为50次/min，每次8ml/kg（即400ml/（kg·min），兔和猫为30次/min，每次10ml/kg（即300ml/（kg·min），犬为20次/min，每次100ml/kg[即200ml/（kg·min）]。
如动物中毒或创伤较轻，仅出现轻度呼吸抑制或血压下降，可适量选注呼吸中枢兴奋药，或给动物吸氧及针刺穴位，同时应注意动物保持体温。
第十二节 常用实验动物的处死、活检、尸检及处理
一、实验动物的各种处死方法
动物的处死方法很多，通常根据实验的要求而定，原则上应遵循动物安乐死的基本原则，即尽可能缩短动物致死时间，尽量减少其疼痛、痛苦。常用的处死方法有以下几种。
（一）大鼠和小鼠
1.脊椎脱臼法右手抓住尾巴将动物放在鼠笼盖或粗糙的表面上向后拉，用左手拇指和食指用力向下按住鼠头，使颈椎脱臼（脊髓与脑髓拉断），动物立即死亡。
2.断头法此法适用于鼠类小动物。用剪刀在颈部将鼠头剪断，并使颈部对准容器，以免血液四溅。由于脑脊髓离断且大量出血，动物立即死亡。
3.击打法此法适用于大鼠、家兔等。抓住动物尾部，提起，用力摔击头部，或用木锤用力捶其后脑部，动物痉挛后即处死。
4.急性失血法常剪断动物的股动脉，放血致死。如果正在做手术性或解剖性实验，可剪断颈动脉、腹主动脉或剪破心脏放血。可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；头向下，大量失血而致死。
5.化学药物致死法在一密闭容器内，预先放置浸有全身麻醉作用的乙醚或氯仿的棉花，将动物投入容器内，使动物吸入麻醉药而致死。也可皮下注射士的宁（马钱子碱），注射量为小鼠0.76～2.0mg/kg，大鼠为3.0～3.5mg/kg。
（二）犬、猫、兔、豚鼠
1.空气栓塞法此法适用于较大动物的处死。向动物静脉内注射一定量的空气使之发生空气栓塞，形成严重的血液循环障碍而死。兔、猫用此法处死需注入20～40ml空气，犬致死的空气剂量为80～150ml。一般注入后动物能很快死亡。本法的优点是处死方法简单、迅速。缺点是由于动物死于急性循环衰竭，各脏器淤血十分明显。
2.急性失血法先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔，再切断股动脉或腹主动脉，迅速放血。放血时可用湿纱布擦，或用少量自来水冲洗切口，以保持其畅通，动物在3～5min 内即可死亡。采用此法动物十分安静，对脏器无损害，但器官贫血比较明显。
小鼠等小动物可采用颈总动脉大量失血而致死的方法。犬等大型动物要先麻醉后放血，要使放血的切口保持通畅，一般在股三角区横切约10cm的切口，切断股动、静脉，动物因大量失血而死。
3.破坏延脑法对家兔可用木锤用力捶其后脑部，损坏延脑，动物痉挛后死亡。
4.化学药物致死法
（1）静脉注射10%氯化钾溶液使动物心肌松弛，失去收缩能力，心脏发生急性扩张致心跳停止而死亡。成年兔由兔耳缘静脉注入10%氯化钾溶液5～10ml/只，犬由前肢或后肢皮下静脉注入20～30ml/只，即可致死。
（2）静脉注射4%甲醛溶液使血液内蛋白凝固，动物由于全身血液循环严重障碍和缺氧而死。犬用20ml/只，即可致死。
（3）皮下注射士的宁致死用量，豚鼠为3.0～4.4mg/kg，家兔为0.5～1.0mg/kg，犬为0.3～0.42mg/kg。猫1.0～2.0mg/kg，大白鼠3.0～3.5mg/kg，小白鼠0.76～2.0mg/kg。
如果动物或其组织要送检，必须注明处死方法。
（三）蛙类
常用金属探针插入枕骨大孔，破坏脑脊髓的方法处死。将蛙用湿布包住，露出头部，左手执蛙，并用食指按压其头部前端，拇指按压背部，使头前俯；右手持探针由凹陷处垂直刺入，刺破皮肤即入枕骨大孔。这时将探针尖端转向头方，向前深入颅腔，然后向各方搅动，以捣毁脑组织。再把探针由枕骨大孔刺入并转向尾方，刺入椎管，以破坏脊髓。脑和脊髓是否完全破坏，可检查动物四肢肌肉的紧张性是否完全消失。拔出探针后，用一小干棉球将针孔堵住，以防止出血。操作过程中要防止毒腺分泌物射入实验者眼内。如被射入时，应立即用生理盐水冲洗眼睛。
二、实验动物的活检方法
1.肝脏活检方法此种方法适用于实验性肝炎标本的检查。麻醉动物后，剃去胸及上腹被毛、消毒。在剑突下1cm处先用套管针刺入皮肤、肌肉和腹膜。然后，用特制注射针刺入，再用特制注射器将一定量生理盐水注入腹腔，留少量液体在注射器内，反抽形成负压。最后，将针头与动物呈45°角，在动物呼气时立即刺入肝脏，迅速抽取。当一条肝组织被抽至注射器内，立即拔出针头，用纱布或海绵按压针刺部位数秒钟，防止皮肤、肌肉出血。将肝组织由注射器注入平皿，再转至保存瓶内。
2.淋巴结活检方法麻醉动物后，腹股沟或腋窝剃毛、消毒。然后，手术切开腹股沟淋巴结处1.0～1.5cm，钝性分离，用血管钳分离淋巴结。切勿直接夹住淋巴结，否则，会造成淋巴细胞挤压现象。分离淋巴结后，去除周围脂肪组织，用刀片轻轻切取，固定于中性4%甲醛液中，或切成小块用2.5%戊二醛固定做电镜标本，或直接投人液氮冷冻。观察手术区无出血后，用丝线缝皮下组织、皮肤。皮肤切口最好再用乙醇消毒，然后将动物放回笼内，注意保温。7天后拆去皮肤缝线。
3.骨组织活检方法以猴为例，术前禁食12h，麻醉前用阿托品0.04mg/kg，做气管插管和甲氧氯烷与氧混合气体吸入麻醉，并使猴呈俯卧位。沿髂嵴切开皮肤，逐层分离肌肉，达到髂嵴，用片锯锯出1cm长髂嵴，用骨凿轻轻切除做活检。锯断碎骨用盐水冲洗，海绵压迫止血。修复骨膜和筋膜，用水平垫缝合关闭臀肌第三层和表层肌肉及皮下脂肪组织。标本用纱布擦去骨锯末，然后浸于70%乙醇固定，做切片。加强术后护理，防止感染。
4.阴道组织活检方法以犬为例，选用改进的直肠镜装以冷光源作为阴道镜使用，外径15mm，长150mm（外刻度可显示插入深度），内径12.5mm，可以插入活检钳，并能观察阴道黏膜变化。活检钳头端略倾斜，装在一个转管杆上，用以系统观察和定位取材。取材大小平均为2mm×1mm×1mm，固定于4%甲醛液中。每只犬每2周可取材1次。
体重少于9kg的Beagle犬常不能用直肠镜取材，特别是动物不处于发情周期、阴道黏膜无弹性时。此时可使用7cm的鸭嘴或阴道窥器，用可弯曲的纤维冷光源照明。
三、实验动物的尸检方法
实验后对动物进行尸检，是动物实验中的一种重要方法。通过对实验动物进行病理解剖观察，分析死亡原因，对实验结果进行判定等。
动物尸检方法采用脏器联合取出检查法，因为它保持各脏器间的原有联系，便于观察病变在各脏器间的关系。此法是先取出胸腔脏器检查，后取出腹腔脏器检查。头部器官的检查可先于也可后于胸腔脏器检查。具体尸检方法如下。
（一）体表检查
首先复查动物编号、性别和实验分组，记录死亡或活杀时间、解剖时间。然后检查动物外形、年龄、胖瘦、毛色、皮肤出血情况，生殖器官病变情况等。有无尸冷、尸僵和腐败现象，这对判断死亡时间有重要意义。动物尸僵从头至前、后肢直至全身，一般经12h左右。尸僵在死后1h自头部开始发生，最先自下颌角开始，继则在颈部肌肉，其后为胸和腹部肌肉，再次为上肢，最后到下肢。尸僵通常持续24h左右，以后逐渐消失。其尸解的程序亦是如此。故根据尸僵存在的部位可以推测死后经过时间。动物急性死亡的尸僵出现较早，而且僵直的程度较强，持续时间亦较久。尸僵受周围温度的影响，周围气温较高时，尸僵开始较早，尸解较速；寒冷时则尸僵开始较晚，尸解也较迟。
（二）观察胸腹部皮下组织变化
将动物固定于解剖台上，用纱布蘸取来苏水湿润被毛。从下颌至耻骨联合沿正中线切开皮肤，剥离皮下组织，观察皮下组织有无出血和感染情况。分离出气管，用大号止血钳将气管夹住，便于剖胸时观察肺脏。再将胸部皮下组织和胸大肌，自胸部中线起剥离。
（三）腹腔检查
沿肋骨下缘腹正中切开腹壁肌肉至耻骨联合（不要用力过猛，以免切破腹腔脏器，特别是膀膀）。从肋骨下端向脊柱方向，将两侧腹壁剪开，以便观察腹腔内脏器。剖开腹腔时，应注意腹腔内有无积液、血液或炎性渗出物，如有应做记录。根据实验需要可做细菌培养；当需详细寻找其来源时，在寻找时应注意不可将腹腔内脏器翻乱，应有次序地检查。其次检查腹腔内各脏器位置是否正常，特别应注意检查肝、脾的位置及大小、膀胱胀满程度，胃肠充盈情况，大网膜和腹膜的颜色和状态等。
（四）胸腔的切开和检查
检查腹腔后，再开胸腔。用软骨刀或剪刀，在肋骨的软硬骨连结线内侧约1cm处，从肋弓到第2肋骨，将左右肋骨切断，与肋骨软骨连结处略成平行。这时应注意刀尖勿将肺组织切除，剪时应尽量贴着胸内壁。肋骨切断后，将肋弓提起，先不要急于剪胸锁关节，以免损伤大血管，血液入胸腔，误为胸腔积血。应先以观察两侧胸腔内是否有积液或血液和炎性渗出液，判断其性质和量。必要时可做涂片和细菌培养等化验。继之，用骨剪自下而上剪断左右第1肋骨和胸锁关节，用刀切断与其相连的软组织及血管。取下胸骨（附有肋软骨），暴露胸腔。首先观察胸腔各脏器位置及彼此相互关系，然后检查两肺表面与胸壁有无粘连，胸膜颜色和状态，心包情况和纵隔有无出血等变化。
检查胸骨髓情况：用剪刀将胸骨两边的肋软骨剪去，并将胸骨周围肌肉剥离干净。取第3或第4节胸骨，一端用纱布包住，以左手夹紧，放在手术台上，用刀将胸骨切开，检查胸骨髓颜色和湿润程度。
（五）胸腔器官的取出和剖验
用尖刀自颈部切口插入下颌骨正中的内侧缘，沿下颌骨内侧缘分别向两侧割离舌及口腔底与下颌骨间的组织联系。随后一手用组织钳自切口伸入口腔内夹住舌尖，并将舌向下拉出口腔，以暴露软硬腭，另一手执刀，在软硬腭交界处把软腭切断，再将咽后壁切断。这样，便将舌、扁桃体、软腭、咽部等组织与口腔壁及咽壁分离。再将气管及食管等与周围组织及脊柱相连系处分离，直达胸腔上口为止。在胸腔入口处切断锁骨下动脉及颈总动脉等，将口腔及颈部器官连同心肺一起向下拉，使胸腔器官与脊柱相连的软组织互相分离，直达横膈为止。用止血钳在横膈的胸腔侧夹住主动脉、下腔静脉及食管。在夹住的上端剪断，即可将上消化道（舌、扁桃体、咽、食管）、上呼吸道（喉、气管和支气管）连同心脏及肺脏一起取出。
1.上消化道先检查舌黏膜有否出血和溃疡；咽部有无出血和炎性渗出物；两侧扁桃体表面有无出血和炎性渗物。然后自上而下剪开食管后壁，检查黏膜有无出血和泡沫样、胆汁状物质。然后，用剪刀自下而上把食管与气管分离至喉头，剪去食管。
2.呼吸道先检查喉头、声门周围黏膜有无出血和水肿。两侧肺表面有无出血、炎症变化；有无实变和肺气肿现象。检查时注意区分各肺叶的变化。然后剪开喉头后壁，再将气管膜部剪开气管、支气管及其分支，检查黏膜有无充血、出血、炎症情况，有无泡沫样炎性渗出液。肺的切面有无实质病灶、气肿、萎缩，轻压时有无内容物自小支气管内挤出。
3.剪开心包膜暴露出心脏，注意心脏的大小，外形、心外膜情况。依血流方向剖开心脏，先检查右心，后检查左心。观察心肌、心内膜等变化。
（1）右心自下腔静脉入口处至右心房做直线剖开，从此线中点沿心脏右缘剖至心尖部，从心尖部与心室隔向右距离1cm处沿冠状动脉沟平行地剖至肺动脉。检查右心房、右心室内壁肌肉有无出血和感染。右心房内有无血丝虫。三尖瓣和肺动脉瓣有无病变。
（2）左心自左右肺静脉入口处将左心房直线剪开，沿心脏左缘剖至心尖部，再从心尖部与心室中隔向左距离1cm处沿冠状动脉沟，平行地剖开左心室的前壁和主动脉，检查二尖瓣、主动脉瓣和腱索有无病变，左心房、左心室内壁有无出血和感染。检查冠状动脉：自左冠状动脉口起剪开前降支和旋支，观察有无硬化和血栓等。检查右冠状动脉不应在开口处打开，而应在主动脉根部的右侧，在右心室的外膜中，找出其总干，横切一刀，然后切开，最后剪至远侧部分和后降支。
动物心脏剖检方法以箭头表示：右心房右房室口（三尖瓣）右心室肺动脉口（肺动脉瓣）肺动脉。左心房左房室口（二尖瓣）左心室主动脉口（主动脉瓣）主动脉。
（六）腹腔脏器的取出和剖检
取出腹腔脏器的一般程序是：首先将脾脏取出，其次取出胃、十二指肠、胰、肠系膜（连同淋巴结）、空肠、回肠、结肠、直肠。然后取出肝、胆，最后取出肾上腺及泌尿生殖器官。
1.脾脏脾位于左侧横隔下和胃底部的后外侧。以左手提起脾脏，割断脾门部血管，取出整个脾脏。检查其大小、厚薄和硬度，并观察包膜表面是否平滑或有否皱纹，然后用刀沿脾的长轴和最凸处对着脾门做一切面，检查切面的变化。正常动物脾的切面、滤泡、小梁和红髓清晰可见。滤泡在正常情况下只在45°的视线下才能见到极细的颗粒；小梁呈灰白色，细条状；在滤泡和小梁之间是红髓。正常的红髓组织略柔软，如用刀轻刮并不脱落。
2.肝和胆囊剪断肝十二指肠韧带和其中的胆总管、门静脉和肝动脉等。在肝的横膈面切断镰状韧带，并割断后面的肝三角韧带以及肝静脉和下腔静脉的连接，然后将肝脏和胆囊取出。注意在分离肝时，不要剪破肾上腺。
检查胆囊时应先用一有齿镊夹起胆囊，用剪沿胆囊壁细心地与肝组织分离，然后剖开分离的胆囊，检查胆囊管是否有阻塞等，记录胆汁的量和性质，仔细检查胆汁有无结石和华支睾吸虫等。最后检查胆囊有无出血、炎症和胆固醇沉积等病变。
检查肝的形状和色泽，有无充血、出血、贫血和脂肪变，检查肝切面的色泽，小叶的结构是否整齐清楚，门管区是否扩大，胆管和血管有无扩张。
3.胃肠系统提起夹在食管下端的止血钳，剪去食管周围组织，将胃大弯的大网膜和胃小弯的小网膜的连接剪断，将胃拉向一侧。轻轻拉住肠管，将附着的各肠系膜逐步剪去，直至将全部回肠分离为止。
然后将胃、十二指肠、空肠、回肠、结肠、直肠一并取出。取出前在直肠靠肛门处用止血钳夹住，在止血钳下端剪断直肠。再分别剖验胃及各肠段的病变。检查胃时，用肠剪由食管下端沿胃大弯向上经胃底剪到贲门。向下经幽门剪到十二指肠。剪开胃后，检查胃内容物的量和性状，胃黏膜有否出血和感染坏死灶。检查各肠段的病变：剪开前先检查各肠段的长度，各段肠壁的厚度，浆膜壁有否充血、粘连、渗出物或穿孔，肠系膜淋巴结是否肿大、出血等。然后沿肠系膜连接处剪开肠腔。
检查肠内容物的性状，有无寄生虫，肠黏膜有无脱落、水肿、出血、感染和坏死，以及黏膜皱襞的情况。
（七）肾上腺的取出和剖验
在左侧腹后壁分开左肾上腺周围的脂肪组织，将左肾上方的肾上腺小心分离取出。右侧肾上腺在肝和肾之间的腔静脉旁，并有一部分盖在肝下面。由于右侧肾脏高于左侧，因而与此相应的右侧肾上腺的位置也高。
（八）肾脏、输尿管、膀胱及生殖器官的取出及剖验
将肾旁的脂肪结缔组织分离后将肾提起，分离开输尿管至膀胱。将肾脏连同输尿管一起提出腹腔。将睾丸、附睾连同精索经扩大的腹股沟管内口，从阴囊拉到腹腔内并切断与阴囊相连的睾丸韧带引带。用剪自耻骨联合内侧面逐层剪开盆腔腹膜外的软组织，把膀胱、前列腺及尿道后部相连的组织剥离，最后将两肾、输尿管、睾丸、附睾、精索和膀胱、前列腺一起取出。注意左右要分开，分别进行剖验。雌性动物应取两则卵巢、输卵管、子宫、阴道等。
1.肾脏先检查左肾，后检查右肾。以左手垫纱布持肾，右手持刀自肾凸面对准肾门做一纵切面。切面应使肾盂对半剖开，部分肾盂及肾门外还有少许软组织相连。用有钩镊剥离包膜，观察剥离是否容易，包膜与肾表面有无粘连。肾表面有无出血，星状静脉是否可见；肾脏大小有无改变。然后检查皮质与髓质的厚度、有无出血，皮质与髓质间的分界是否清楚、有无变异，肾脏和肾盂有充血、出血、积聚异常内容物等。
2.输尿管自肾盂切口用尖头小剪沿输尿管向膀胱方向剪开，剪至膀胱外膜，检查输尿管内壁有无出血。
3.膀胱从尿道后部剪开前列腺和膀胱，注意检查尿液性状，有无血尿和血块、结石，膀胱内壁黏膜有无出血等。剪开睾丸鞘膜，检查鞘膜及腔内液体后，将睾丸、附睾一起切开，观察睾丸、附睾有无病变。以镊子挑起睾丸曲细精管，视能否挑起。雌性动物应检查卵巢、输卵管及子宫等有无病变。
（九）脑和脊髓的取出和剖验
这一检查一般均在其他脏器检查完后进行。将动物俯卧，下颌和颈部放于木枕上，用刀从头顶部正中线切开皮肤（沿颅顶一直至鼻尖），分离皮下组织并向头两侧拉开，充分暴露头颅顶部。用刀将附着在头颅和颈部脊柱骨上的肌肉尽量剥离干净。取一弓形锯在动物靠眼眉部位上方横锯一道，然后通过左右颞部向头后锯，在枕外隆突部锯线汇合，注意不要锯得太深，以免损坏脑组织。当锯到感觉阻抗力减小时即停止。继之取凿塞进眉部锯线沟内，用力向上撬开颅盖骨，使头盖与硬脑膜分开。取下颅盖后，硬脑膜已露出大部分，观察硬脑膜有无充血、出血等异常变化。然后将正中线的矢状窦剪开，检查其中有无血栓或静脉炎等。以后再将硬脑膜剪开。如要检查脊髓，在剪开硬脑膜前，用骨剪在枕骨大孔将颈部脊椎管剪开4～5cm，并将脊椎管周围骨组织剪去，暴露颈髓。
取脑、脊髓的方法：先分离出颈部脊髓一段3cm左右长，用刀切断。取纱布盖于已暴露的脑组织上，左手轻轻提起颈髓，用小手术刀切断与颈相连的脊椎动脉和颈神经。将嗅脑切断，再切断视神经，用小尖刀探入蝶骨鞍槽内剥离与脑垂体相连的周围组织，切断脑神经，最后连同脑垂体将整个脑、脊髓取出。取出脑后，细心检查脑的表面，注意脑回和脑沟有无异常变化，然后用脑刀切开观察。
四、实验动物尸体的处理方法
（一）原则
实验后的动物，实验者须需将之包装完整并置于冰柜内。
（二）方法
1.小动物尸体包装完整后，写上使用者姓名，单位，日期，置于冰柜内，并登录在登记簿上。
2.大中型动物尸体装于塑胶袋内后，再装进动物中心提供的纸箱中，然后置放于冰库，并登记在登记簿上。
3.尸体由动物中心专人负责装箱后，运送至指定地点集中焚化。
4.感染性实验需依规定先高压灭菌后再处理。
5.处理放射线物质的实验动物，须依辐射防护管理委员会的规定处理。