动物实验与其他学科的实验相比，既有相同的基本规则和要求，又有自身的特点。从共性上看，所有的实验都是模拟实际应用的条件，观察特定处理产生的效果。在动物实验研究中，就是通过控制实验条件，观察受试物对机体产生的作用以及作用机制。但是，动物实验又与其他学科有显著不同，具有自身的特点和规律，因此需要根据受试物的特点设计动物实验，以达到通过实验解决问题的目的。
动物实验设计首先要遵循一般科学研究的基本原则，即随机、重复、对照3个基本原则。在此基础上，充分考虑受试物特点，设计出科学合理的实验方案，以取得准确可靠的结果，并尽可能通过简单的实验，解决复杂的问题。
第一节 动物实验设计的基本知识
一、实验设计的基本原则
动物实验的目的是通过动物实验来认识受试物作用的特点和规律，为评价受试物可能产生的临床作用提供科学依据。由于动物实验的对象是特定的生物体，其个体之间存在着一定的差异性，为了保证实验结果的准确、可靠，必须对要开展的实验进行设计，以便控制可能影响实验结果的各种条件。进行实验设计必须遵循的基本原则是随机、对照和重复。
（一）随机原则
随机是减少实验材料差异的最基本的方法，通过随机的方法，将客观存在的各种差异对实验结果的影响降低到最小。在生物实验中，虽然可以通过不同的方法控制实验条件，但仍然不可避免由于各种差异造成的影响，特别是在动物实验中，动物间的个体差异是无法排除的客观存在，对这种差异，就可以通过随机的方法，分配到各实验组中，使这种差异不至于影响到实验结果。
1.随机原则的应用在动物实验中，随机原则的应用非常广泛，凡是具有客观差异存在的各种物质分配，如动物的分组、时间的先后、操作人员、不同的仪器等，都应该应用随机原则。
所谓随机，是指在进行物质分配或分组的过程中，完全排除实验者主观因素的影响或其他可能的偏性误差的影响，使这种分配完全在非人为条件下进行。随机不是随便和随意，而是根据一定的方法进行的工作程序。
在实际动物实验研究中，随机原则应用最为普遍的是动物的分组，实验动物存在着不可避免的个体差异，而且分组方法不同得到的结果也不一样，因此随机原则的应用也受到重视。例如，采取抓取动物的方法对同一批动物进行分组，可能产生的结果是多样的。如果按照先后分组，首先抓到的动物可能是体弱和运动不良的动物，而最后抓到的动物则是体格强壮的动物，这样分组的结果必然产生显著的组间差异。因此，只有采用随机的方法，才能够将这种体质差异以及动物个体之间其他方面的差异按随机的原则分配到各组中。
在实际动物实验研究中，随机原则不仅体现在动物的分组方面，而且存在于实验过程各种环节中。由于对这些方面讨论较少，而且由此产生的影响一般不易被人发现，许多实验人员在实际工作中往往忽视了随机原则。
例如，在进行动物实验中，虽然采用随机法进行了分组，但是由于条件的限制，实验过程需要一只动物一只动物的逐个进行。如果实验过程需要一定的时间，第一只参加实验的动物与最后一只参加实验的动物可能会有数小时的差别，这种差别必然会影响到实验结果。尤其是行为学实验，时间不同，动物的活动状态不同，对受试物的反应也必然产生差别。要消除这种影响，就要考虑采取随机的方法。
动物实验过程中产生差异的因素很多，如果要避免这些因素对实验结果造成影响，就需要适当采用随机的方法，将客观差异产生的影响降到最小程度。近年来提倡“均衡下的随机”，即先将能控制的主要因素（如体重、性别等）先行均衡后归类分档，然后在每一档中随机地取出等量动物分配到各组，使那些难控制因素（如活泼、饥饱、疲劳程度及性周期等）得到随机化的安排。
2.随机的方法在实验过程中实施随机原则，可以根据具体实验的特点，采取不同的随机分组方法，实现实验设计和实施过程的随机化。动物随机分组的方法很多，常用的随机分组方法主要有以下几种。
（1）原始的抽签法这种方法的特点是操作简便，但在实际应用中受到一定的限制，特别是实验规模较大时，抽签的方法就受到了限制。
（2）投硬币法这种方法的特点是操作简便，但一般只能在2种因素中确定一种。因此，对于复杂的实验设计，这种方法有很大的局限性。
（3）随机数字表法这种方法是预先将随机产生的数字列表，随机数字表上所有数字是按随机抽样原理编制的，表中任何一个数字出现在任何一个地方都是完全随机的，使用时可以从任意地方开始，向任意方向按顺序取得数据，每个数据代表一个被分配的个体，然后根据数据确定分配的组别。这种方法适用范围广，使用方便。在动物实验的分组过程中，可以减少实验者主观因素及其他因素所造成的实验误差，是常用的方法。
（4）随机数字法这种方法是应用计算机自动生成随机数字的方法，由这些数字代表每一个待分配的个体，根据数字确定分配的组别。这种方法适用性强，使用方便，是实验中常用的方法。
随机原则的应用并非仅仅依靠上述几种方法，重要的是通过对随机原则的理解，将随机原则应用于实验设计和实验过程中，以求得最大限度地降低各种客观因素产生的影响，而选择何种随机地方法，或者是否一定按照现有的方法进行分组，则不是最重要的问题。
（二）对照原则
在实验研究中，为准确表现出特定因素产生的左右，必须设立对照。比较研究是科学实验不可少的条件，没有比较，就难以鉴别，也就缺乏科学性，所以实验设计必须设立对照组。
在特定的情况下，有时需要设立多种对照，以限定实验的条件，客观反映出所需的变化。在动物实验中，就是要通过设立各种对照，排除各种无关因素可能产生的影响，以便准确观察受试物产生的作用。设立对照应符合“齐同对比”的原则，即对照组与实验组之间除用以实验的受试物、处理的区别之外，其他一切条件如实验动物、方法、仪器、环境及时间等均应相同，动物的种属、品系、性别、窝别、年龄、体重、健康状况等方面尽量一致，以减少误差。一般将“齐同对比”归纳为“同时、同地、同环境、同种、同重、同批号”等几个方面。对照一般可分为以下几种类型。
1.自身对照即在同一个个体（如动物）观察给药前后某种观测指标的变化，或者2种受试物一前一后交叉比较，这样可以减少个体差异的影响，自身对照比组间对照效率高，且个体差异的影响较小，是比较有效的对照比较方法。
2.组间对照组间对照是指在实验中，设立若干与研究组相平行的组，以便将实验组的结果与其相比较。这种与实验组相平行的组别称为对照组。对照组可以根据数据处理方法不同，分为空白对照、实验对照、阳性对照等。组间对照是动物实验中最常用的对照方法。组间对照可以是两两对照，也可以是多组对照，要根据实际工作需要确定。
（1）空白对照是设立不给受试物处理的对照组，用于观察不给药（或不加处理）时实验对象的反应和观察指标的变化。
（2）实验对照是对实验对象进行与实验组同样的实验处理，但是不给予受试物，这样对照设立的目的在于消除实验过程对实验结果的影响，如麻醉、注射、手术等处理过程。特别是在制备动物病理模型时，必须考虑设立实验对照组。
（3）阳性对照在动物实验中应用非常普遍，所谓阳性对照，就是在同样实验条件下，设立给予同类受试物已知标准品的实验组，以检查实验方法及技术的可靠性。
3.其他除自身对照和组间对照外，还有其他对照方法，如正常值对照，文献值对照等。虽然这些数值有时仅作为参考值，但在同类可比条件下，是衡量实验条件的重要参考数据，也是不容忽视的内容。
在实验设计中，必须认真全面考虑应该设立的对照组，在一项实验中，可以同时设立多种对照，如空白对照、实验对照、阳性对照，以便准确有效地获得实验结果，达到实验目的，以保证整个实验的成功。
（三）重复原则
重复是保证实验结果可靠性的重要措施之一。重复具有两方面的含义，即重现性和重复数。
1.重现性是指在同样的条件下，可以得到同样的实验结果。只有能够重现的实验结果，才是科学可靠的实验结果；不能重现的结果可能是偶然现象，偶然获得的结果，是没有科学价值的。实验中偶然结果可见于2种情况，一是由于某些非常规因素引起的假象，是错误的结果，这种结果必然不可能重现；二是由于尚未认识的影响因素导致的客观表现，但由于对影响因素缺乏足够的认识，暂时不能获得重复的结果。对于前者，要及时排除，减少假象的干扰；而对于后者，如果获得结果确实具有重要价值，而且符合逻辑，则应该认真研究影响因素，以求实现结果的重现。无论何种情况，不可重现的结果都是没有价值的结果。
2.重复数是指实验要有足够的次数或例数。如进行动物实验，在每一次实验中需要使用一定数量的动物，对于其他实验，也应该有一定次数的重复。
在实验中要求一定的重复数，具有两方面的意义，一方面是消除个体差异和实验误差，提高实验结果的可靠性。在生物学实验中，仅仅根据一次实验或一个样本所得的结果，往往很难下结论。在适当的范围内重复愈多，获得的结果就愈可靠。另一方面是对实验结果的重现性验证。因此，在实验中设置一定的重复数，是动物实验的基本要求。
对于重复数的数值大小，即究竟用多少动物或多大的样本进行动物实验，是研究者遇到的首要问题。样本过少不符合重复原则的要求，而重复数过多则增加实际工作中的困难，提高研究成本，而且单纯加大样本量并不能完全排除实验的偏差。所以，在实验设计时要对样本大小进行估计，争取以最小的实验例数获得可靠的实验结论。
二、常用的实验设计方法
动物实验设计的方法很多，最常用的实验设计方法是分组实验设计，此外，常用的方法还有序贯设计和拉丁方设计等。对于实验组别的设置，需要根据实际工作的需要和实验基本原则确定。
1.单组比较设计单组比较设计是以动物做自身对照，即在同一个体上观察给受试物前后某种观测指标的变化，例如比较给药前后，药物对动物血压、血脂、体重的影响。本法的优点是能消除个体生物差异，但不适用于在同一个体上多次进行实验和观察的情况，还应注意有时生理盐水等阴性对照也可能在前后2次测量时出现一定差异（如体重、血压等）。
2.配对比较设计配对比较设计是实验前将动物按性别、体重或其他有关因素加以配对，以基本相同的2个动物为一对，配对若干对，然后将一对动物随机分配于2组中。2组的动物数、体重、性别等情况基本相同，取得均衡，减少误差及实验动物的个体差异。
3.随机区组设计随机区组设计是配对比较设计法的扩大，将全部动物按体重、性别及其他条件等分为若干组，每组中动物数目与拟划分的组数相等，体质条件相似，再将每个区组中的每一只动物进行编号，利用随机数字法将其分到各组。
4.完全随机设计完全随机设计是将每个实验对象随机分配到各组，并从各组实验结果的比较中得出结论。通常用随机数法进行完全随机化分组，此法的优点是设计和统计的处理都较简单，但在实验对象例数较少时往往不能保证组间的一致性。
5.拉丁方设计拉丁方设计指由拉丁字母所组成的正方形排列，在同一横行与同一直列中都没有重复的字母，适用于多因素的均衡随机。如比较某药与阳性、阴性对照组的作用，要求用4种药物编成A、B、C、D 四个号码，再按4×4拉丁方进行，每个动物（纵列）没有重复使用的药物，同一日期（横行）也没有重复使用的药物，这样既可以控制动物间的个体差异，也可避免了注射日期先后带来的实验误差，若样本是5、6……个，则可采用5×5或5×6拉丁方等。
近年来又提出“优化拉丁方设计”，该法除了具有拉丁方的全部特点外，还考虑了先后用受试物时每一受试物与先后受试物的顺序关系，使每种受试物的前面各用其他受试物一次。在进行受试物间两对比时，每对受试物间均符合AB、BA；AOB，BOA的对应关系，因此优化拉丁方不仅适用于一般拉丁方的实验，而且特别适用于1只动物先后几次用受试物的实验。
6.正交设计正交设计是用正交表作为因素分析的一种高效设计法，其特点是利用一套规范化的表格——正交表来安排实验，适用于多因素、多水平、实验误差大、周期长等一类实验的设计。在实验设计过程中只要根据实验条件直接套用正交表即可，而不需要另行编制。正交表在统计学书上都可查到。
7.序贯设计序贯设计系循逐个的进行实验，适用于能在较短时间内做出反应的受试物。可同时用作图或查表法随机了解统计结果，一旦达到所规定的标准，即可停止实验，做出结论。序贯设计所用的时间较长，因此只适用于作用出现快（几分钟或几小时内）的受试物和供应数量受限、价格高的大动物实验，还适用于病例数稀少的临床研究。
8.优选法设计优选法设计是一快速、简便的选择最优条件的方法。优选设计有多种，动物实验中常用“单因素优选法”来选择最优的浓度、剂量等条件。
第二节 动物实验前的准备
一、样本与剂量
（一）样本的确定
实验的样本数反映在动物实验上就是同一处理条件使用的动物数，在其他实验中则根据实验方法不同确定必要的样本数。确定实验的重复数首先要考虑的是获得可靠的结论，其次是使用最少例数，即最大效果和最小成本。确定动物实验的样本数主要根据2种方法，一是根据经验估计法，即在已有资料和经验的基础上，根据实验的类型和特点，估计实验所需要的例数。在应用估计法确定实验的样本数时，需要留有一定的余地，以保证实验的成功。
1.根据经验估计法选取的样本数
（1）小动物（如小鼠、大鼠、鱼、蛙）每组应为10～30例。获取计量资料进行2组对比时，每组应不少于10例；获取计数资料时，每组不少于30例。
（2）中等动物（如兔、豚鼠）每组8～12例。获取计量资料时，每组应不少于6例；获取计数资料时，每组应不少于20例。
（3）大动物（如犬、猫、猴、羊）每组一般5～10例。
以上数据是根据一般情况估计的样本数，在实际工作中，还要根据具体实验的性质、观察指标的特点来确定具体数据。如果观察指标特别明显并且非常稳定的实验，所需的样本数就可以适当减少。
2.计算法计算法是根据统计学原理进行测算的方法。这种测算法应具有一定的实验基础，或是已有的参考结果或预实验的结果，并考虑该实验所要求的精确度，最后确定样本数。
对于体外实验方法或其他实验方法，可以根据实验性质的不同，确定样本数。确定的样本数的基本要求是在符合统计学原理的前提下，能够获得肯定的实验结论。
（二）剂量的确定
为观察某种受试物对动物的作用，剂量的准确与否是个很重要的问题。剂量太小，作用不明显；剂量太大，又可能导致动物中毒死亡。推荐使用下列方法确定剂量。
1.先用少量小鼠粗略的摸索中毒剂量或致死剂量，然后用中毒剂量或致死剂量的若干分之一作为应用剂量，一般可取1/10～1/15.
2.确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验；如出现中毒现象，作用也明显，则应减少剂量再次实验。在一般情况下，在适宜剂量范围内，受试物的作用常随剂量的加大而增强。所以，有条件时最好同时用几个剂量做实验，以便迅速获得关于受试物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度毫无规律时，则更应慎重分析。
3.用大动物进行实验时，开始的剂量可采用鼠类剂量的1/15～1/2，以后可根据动物的反应调整剂量。
4.确定给予动物的受试物剂量时，要考虑动物的年龄大小和体质强弱。一般来说，确定的受试物剂量是指成年动物的，如果目标动物是幼龄动物，剂量应适当减少。
5.确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所有剂量也不同。若口服量为50ml，灌胃量应为100～200ml，皮下注射量为30～50ml，肌内注射量为25～30ml，静脉注射量为25ml。
二、预实验与筛选
（一）预试验
预实验又称预备实验，是指在正式动物实验前进行的初步实验。其目的在于检查各项准备工作是否完善，实验方法和步骤是否切实可行，测试指标是否稳定可靠，初步了解实验结果与预期结果的距离，从而为正式实验提供补充、修正的意见和经验。预实验是动物实验必不可少的重要环节。预备实验可使用少量动物进行，实验方法和观测指标和正式实验一样。但是，预实验的结果不能归入正式实验的最后结果中一同分析。
1.预实验预达到的目的预实验着重应解决以下问题：修正实验样本的种类和例数；检查实验的观察指标是否客观、灵敏和可靠；改进实验方法和熟悉实验技术；探索受试物剂量大小和反应关系，确定最适受试物剂量；发现进一步研究的线索；完善实验方案。
2.预实验中应注意的问题
（1）实验稳定性变异系数越小，说明实验波动越小，实验的重复稳定性越好。变异系数公式如下：CV=S√x。例如，预试某药降压强度，用猫实验时降压强度为4.0±0.7kPa，用兔则为3.3±1.2kPa，变异系数分别为0.17和0.30.显然前者稳定性较大，用猫较好。
（2）实验灵敏性计算因变系数，因变系数越小，实验灵敏度越好。因变系数：
CⅠ=（E2-E1）/（lgD2-lgD1）
D1，D2为有效量，E1，E2为药效强度。例如，利尿药预试中用生理盐水5ml/100g做水负荷时，利尿药剂量由2mg/kg增到4mg/kg时，每小时尿量由12.4ml增到19.6ml。用自来水为负荷时，同样的药量，尿量由15.6ml增到20.9ml。计算因变系数，前者较大，故选用生理盐水为水负荷较好。
（二）筛选
筛选是在预实验或既往经验（已知反应率或反应强度）的基础上，用少量动物对多数受试物进行试验。一般以P＜0.1为筛选合格标准，以免漏筛有价值的受试物。具体的筛选试验有以下几种。
1.保护试验筛选有毒药时，常将各解毒药与毒剂的半数致死量（LD50）合用，连用4只动物，如均不死亡表示该药筛选合格（P＜0.1）；如有1只死亡，可加试3只，若不死，也为筛选合格。总之，当死亡数为0/4，1/7，2/9，3/12，4/14时均可认为筛选合格。当然，筛选合格表示值得进行正式试验，不一定正式试验必定有良好效果。
2.概率判别试验本法应用范围更广，对几只动物用药检测其阳性反应数，就可根据概率论推算出该药阳性率的大致情况。
例1已知某法的致惊率为60%。现筛选抗惊厥药，连用3只均未出现惊厥，可认为该药筛选合格，即用药后惊厥率小于60%，P＜0.1.
例2欲筛选疗效在60%以上的药物。如连用5只仅1只有效，该药可以筛弃（阳性率＜60%，P＜0.1.连用5只均有效，该药筛选合格，该药筛选合格（阳性率＞60%，P＜0.1）。
例3筛选镇咳药，老药的小鼠LD50对猫镇咳ED50之比为20，现以比值不小于20者为值得正式试验的筛选标准，应如何安排筛选试验？
先测出各药的小鼠LD50，分别用其1/20量进行4只猫的镇咳试验，如均有效（或6/7，7/9有效），说明该药小鼠LD50与猫镇咳ED50的比值大于20，P＜0.1，错误筛取的可能性小于10%。反之，如均无效，可筛弃该药，错误筛弃的可能性小于10%。
第三节 实验动物的抓取与固定
抓取和固定是动物实验操作中一项最基本的技术，正确的抓取和固定要做到：不损害动物健康，不影响指标观察，不被动物咬伤，并且保证实验能够顺利进行。
动物害怕陌生人，对各种刺激有一定的防御能力。故在抓取、固定前，应先了解动物的生活习性。抓取时动作要大胆、迅速、熟练、准确，争取在动物感到不安之前抓取并固定好。下面介绍常用实验动物的抓取和固定方法。
一、小鼠的抓取与固定
小鼠属小型啮齿类动物，性情温驯，一般不会主动咬人，但若抓取不当也容易被咬伤，所以，抓取时动作要轻缓，先用右手抓住鼠尾提起，然后将其放在鼠笼盖或粗糙的平面上，向后拉，鼠向前挣扎时，迅速用左手的拇指和食趾抓住其头颈部的皮肤，把鼠体置于左手心中，用左手无名指和小指压紧鼠尾和后肢、11-2.右手即可进行各种操作，如皮下、肌内或腹腔注射、灌胃及其他实验操作。
有经验者可徒手固定。直接用左手的拇指和食指捏住鼠尾，提起小鼠置笼盖上，待其向前爬行时，将鼠尾移至小指和小鱼际肌间夹住，腾出左手的拇指和食指顺鼠背向前移，迅速捏住两耳和颈部皮肤，中指捏住背部皮肤，并调整好动物在手中的姿势，即可进行实验操作。
进行解剖、外科手术、心脏采血时，需将小鼠固定，可取一块边长15～20cm的木板，在板的前方边缘扎1根针头或钉入1根钉子，左右边缘各钉入2个钉子，消毒后使用。将小鼠麻醉后，再用线绳将鼠头部及四肢依次固定在木板上。
尾静脉取血或注射时，可用小鼠直接钻入固定架里，也可采用一种简易的办法。即倒放一个烧杯或其他容器，把小鼠放在里面，只露出尾巴，然后用乙醇擦拭，或者尾部用45～50℃ 的温水浸润几分钟以便暴露血管，进行注射或采血。这种容器或烧杯的大小、重量要适中，既能够压住鼠尾，不让其活动，同时又起到压迫血管的作用。或把小鼠放在一小黑布口袋内，小鼠趋黑，向前爬动，在尾部将小布口袋缩口，固定小布口袋后，可进行尾部静脉注射或尾静脉采血等操作。
抓取时要注意：用力过度，易使动物窒息或颈椎脱臼；用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手。因此实验者必须反复练习，熟练掌握。
二、大鼠和沙鼠的抓取与固定
大鼠的牙齿尖锐，容易咬人，不易用袭击方式抓取，另外，大鼠在惊恐或激怒时易咬伤手指，提拿时最好戴上防护手套。4～5周龄以内的大鼠和小鼠一样，抓住尾部提起来，周龄较大的大鼠尾部皮肤因为角质化容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。
轻轻抓住尾巴提起，置于粗糙的平面或笼盖上，张开虎口，迅速将拇指、食指插入大鼠的腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并保持仰卧位，调整左手拇指抵在下颌骨上，即可进行操作。
尾静脉取血或注射时，可将大鼠放入固定盒内，或者倒放一个烧杯或其他容器，只留尾巴，进行操作。
如需长时间固定操作，可将麻醉的大鼠取仰卧或俯卧，四肢固定在木板或泡沫板上，用胶布缠粘四肢，再用针透过胶布扎在泡沫板上，固定好四肢，或用棉线扎腿固定好四肢。为防止大鼠苏醒时咬伤人和便于颈、胸部等实验操作，要用一根棉绳拉住大鼠的两只上门齿固定在其头部后面的木板上。
三、豚鼠的抓取与固定
豚鼠性情温驯，一般不咬人，但因胆小易惊，不宜强烈刺激，抓取时，要稳、准和迅速。抓取幼小豚鼠时，用两手捧起来，成熟动物则用手掌迅速扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，拇指、食指环扣颈部，另一只手托住臀部。如果在实验过程中，豚鼠挣扎频繁，避免用此法，因为该法容易引起豚鼠窒息。
2个人配合操作，先由助手用左手的食指和中指卡住豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指卡住肋部，分别用手指夹住左右前肢，抓起来。然后反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢，使鼠体身直成一条直线。也可坐下来，用大腿夹住豚鼠的后肢，右手进行实验操作。
也可用固定器固定豚鼠，将豚鼠四肢用线绳固定在木板或泡沫板上，方法和大、小鼠基本一样。
四、兔的抓取与固定
家兔性情比较温驯，不会咬人，但脚爪较尖，挣扎时极易抓伤操作人员。因此，必须防备其四肢的活动。
抓取时，应轻轻打开兔笼门，不要让兔受惊，然后右手伸入笼内，从兔头前部把两耳轻轻压于手掌内，兔便卧伏不动，此时将颈背部被毛和皮肤一起抓住提起，并用左手托住兔腹部，使其体重主要落在这只手上，拿到兔笼外。
进行皮下、腹腔、肌内注射或测肛温时，只需将家兔抓牢或按住即可，抓兔的方法是用右手把两耳轻轻地拿在手心，同时抓住颈后部的皮肤，然后用左手托住臂部，使兔的体重大部分落在左手上。
注意：不能单提两耳，易造成疼痛而引起挣扎。单提两耳，捉拿四肢，仅抓背部或腰部会造成耳、肾、腰椎的损伤或皮下出血。
经口给药时，可让助手坐在椅子上，用一只手压住两耳并抓住兔颈背部皮肤，不让其头部活动，用大腿夹住兔的下半身，用另一只手抓住两前肢将兔固定即可。
只对兔的头部进行操作时，如耳静脉注射、采血、兔脑内接种、观察兔耳血管变化等可用兔固定盒来固定头部。
对兔进行测量血压、手术时，可将兔麻醉后固定在实验台（解剖台）上，拉直四肢，用棉绳固定在实验台两侧，头用固定夹固定，或用一根棉绳拴住兔的两只门牙，另一端固定在实验台上即可。
五、犬的抓取与固定
犬的抓取方法较多。对未经训练和调教的用于急性实验的犬，因犬性凶恶，能咬伤人，因此进行实验时可用特制的长柄铁钳固定犬的颈部，或用长柄铁钩钩住犬颈部项圈，让助手绑住犬嘴。驯服的犬固定时，可从侧面靠近轻轻抚摸其颈背部皮肤，用手将其抱住，然后由助手迅速用布带绑住其嘴，用粗棉带从下颌绕到上颌打一结，再绕回下颌打第二个结，然后将棉带引至头后颈项部打第三个结，在这结上再打一活结，捆绑松紧要合适。麻醉后应立即解绑，特别是乙醚麻醉时，容易发生鼻腔黏膜充血水肿阻塞气道而造成窒息。
也可用特制的钳或长柄犬夹夹住犬的颈部，但不要夹伤嘴和其他部位，夹住颈后，使犬头向上，颈部拉直，然后套上犬链。
固定犬时要先固定头部，再固定四肢。
慢性实验时可将已驯服的犬拉上固定架上，将犬头和四肢绑住，再用粗棉带吊起犬的胸部和下腹部，固定在架的横梁上，即可进行体检、灌胃、取血、注射等实验操作。
头部固定：固定犬头需用一特制的犬头固定器，犬头固定器为一圆铁圈，圈的中央有一弓形铁，与棒螺丝相连，下面有一根平直铁闩。操作时先将犬舌拉出，把犬嘴插入固定器的铁圈内，再将平直铁闩横贯于犬齿后部的上下颌之间，然后向下旋转棒螺丝，使弓形铁逐渐下压在动物的下颌骨上，把铁柄固定在实验台的铁柱上即可。四肢固定时如果取仰卧位，四肢固定方法与家兔相同。
经过多次实验的犬比较驯服，甚至还能配合实验，这时不必强施暴力，可采取舒适的体位固定犬。
固定的姿势一般采用仰卧位和腹卧位。仰卧位常用于做颈、胸、腹、股等部位的实验，腹卧位常用于做背、脑脊髓的实验。
六、猫的抓取与固定
已驯服的猫的抓取：伸手入笼抓猫肩部的皮肤将其提出，另一只手抓住其前肢并托住毛，然后将其夹在腋下。注意防备猫的锐爪和牙会伤人。
未驯服的猫抓取时，一定要谨慎，先向猫打声招呼，然后伸进一只手，由头至颈轻轻抚摸，抓住肩背部皮肤，将猫从笼中拖出，用另一只手抓住腰背部皮肤，即可将猫抓住。
性情狂暴的猫抓取时可用布袋或网捕捉。抓取时要戴皮手套，以防猫的利爪和牙齿伤人。
固定可采用2种方法，一种是徒手固定，一种是固定架固定。前者需2人配合，先由一人抓住猫的颈背部皮肤，同时捏住2只耳朵，不让其头部活动，用另一只手抓住两前肢，实验者抓住两后肢，将猫固定在实验台上。或者由助手一只手抓住猫的颈背部皮肤，另一只手抓住猫腰部皮肤，将其按压在台上。用固定架固定猫时，方法基本同兔。
七、猪的抓取与固定
先从背后紧抓猪的两耳将其提起，使臀部着地，两腿膝部合拢将其躯干夹住，然后再仰放到“V”字形槽内进行固定，还可用木制三角固定架或布吊兜固定小型猪。用固定架时，使猪背卧，四肢用棉绳固定在三角架的四角边上，也可用犬固定台。帆布吊兜要根据猪的大小设计成长方形的布兜，中央4层，4周8层，中央开5个口，以便插入四肢及排便。将布兜固定在木制固定架上，活动板上放便盆。如时间过长，可将活动板上升到猪可站立的高度，以减轻肢体的压力。
八、羊的抓取与固定
羊是一种比较温驯的动物，很容易抓取。一般只需在羊脖子上戴上项圈，用绳牵着，便可抓住。固定时可用特制的羊固定架固定。该方法无需捆羊蹄，便于取血等实验操作。
九、猴的抓取与固定
从笼内抓猴时，一定要有饲养人员配合，饲养人员应右手持短柄网罩，左臂紧靠门侧，以防笼门敞开时猴逃出笼外。右手将网罩塞入笼内，由上而下罩捕。在猴被罩到后，应立即将网罩翻转取出笼外，罩猴在地，由罩外抓住猴的颈部，轻掀网罩，用一只手将猴的手臂反背握住，另一只手将猴两后肢捉住，即可将猴固定。
在室内或大笼内抓取时，需要2人合作，先用长柄网罩住，然后再按上述方法固定。
慢性实验用的猴可让其戴上铁链条，抓取时，将铁链抽紧固定于笼壁，反背其双臂提出即可，也可用固定架固定猴。
十、蛙类的抓取与固定
蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。
在抓取蟾蜍时，应注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液喷出射进眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上，依据实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。
十一、鸽和鹌鹑的抓取与固定
一只手从鸽（或鹌鹑）的前方，另一只手绕到鸽的背后悄悄接近，两只手迅速将鸽捕住，捕住后以右手食指和中指夹住鸽的双脚，以左手掌紧握从腹部到翼部的位置。
第四节 常用实验动物的性别判定
一、小鼠、大鼠、沙鼠的性别判定
根据外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离来判定这些动物新生仔的性别，一般间隔短的是雌性，间隔长的是雄性，但是对此判别要有一定经验，成熟期雌性有阴道口，乳腺明显，雄性有膨起的阴囊和阴茎。
二、豚鼠的性别判定
豚鼠的妊娠时间比较长，产下仔鼠有被毛，眼睛能睁开，有恒齿新生仔的性别也容易通过外生殖器的形态来判定。雌性外生殖器阴蒂突起比较小，用拇指按住这个突起，其余指拨开大阴唇的皱褶，可看到阴道口，但是一定要注意，豚鼠的阴道口除发情期以外有闭锁膜关闭着。雄性外生殖器处有包皮覆盖的阴茎的小隆起，用拇指轻轻按住包皮小突起的基部，龟头突出容易判别。
三、兔的性别判定
新生仔兔的性别判定比大鼠等困难。雌雄是根据肛门和尿道开口部之间的距离以及尿道开口部的形态来判别，肛门和尿道开口部之间的距离，雄性的是雌性的1.5～2倍。手指压靠近尿道开口处的下腹部，雌性肛门和尿道开口部之间的距离不明显伸长，尿道开口依然指向肛门方向；雄性则距离明显伸长，尿道开口与肛门方向相反。尿道开口部的形状，雌的是裂缝，细长形，雄的则是圆筒形。成年兔根据雌性阴道口的存在及雄性阴囊部膨胀和阴茎的存在相区别。
第五节 实验动物的编号标记方法
动物在实验前通常要分组，需将其标记加以区别。标记的方法有很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用、无明显损伤、无毒和易辨认等要求。常用的标记方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法、挂牌法等。
一、染色标记法
此标记方法在实验室中最常使用，也很方便，常用化学药品涂染动物背部或四肢一定部位的皮毛，代表一定的编号。常用的涂染化学药品有如下几种。①红色：0.5%中性红或品红。②黄色：3%～5%苦味酸溶液。③咖啡色：2%硝酸银溶液。④黑色：煤焦油乙醇溶液。
染色法对白色皮毛动物如大耳白兔、大白鼠和小白鼠都很适用。常用的染色方法有：①直接用染色剂在动物被毛上标号码。此法简单，但如果动物太小或号码位数太多，就不可能采用此法。②用一种染色剂染动物的不同部位。其惯例是先左后右，从上到下。其顺序为左前腿1号，左腹部2号，左后腿3号，头部4号，腰部5号，尾根部6号，右前腿7号，右腰部8号，右后腿9号。③用多种染色剂染动物的不同部位。可用一种颜色作为十位，一种颜色作为个位，配合两法，交互使用可编到99号。比如要标记12号就可以在左前腿涂上红色，左腹部涂上黄色。
染色法简便、清晰，适用于短期试验。如要做长期实验，避免褪色，每隔2～3周可重染一次。
也可用鼠尾标记法编号，用苦味酸或其他染色剂涂画在鼠尾部。
可用剪子在耳朵不同部位剪一缺口或用打孔器打一小孔表示号码，此方法常在饲养大量动物时作为终生号采用。特别注意的是打孔后要用消毒滑石粉抹在打孔局部，以免伤口愈合后辨认不出来。
三、烙印法
用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在乙醇中的墨黑在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用乙醇消毒。
四、挂牌法
用金属制的号牌固定于实验动物的身上或笼门上，金属号牌可固定于动物耳上，大动物可系于颈上。金属号牌应选用不锈钢等对动物局部组织刺激小的金属制造，如不锈钢。
对猴、犬、猪等大动物有时可以不做特别标记，只记录它们的外表和毛色特征即可。
第六节 实验动物的被毛去除方法
动物的被毛常能影响实验操作和实验结果的观察，因此实验中常需去除或剪短动物的被毛，有时需标号或区别动物时也需剪毛或脱毛。常用的去毛方法有剪毛、拔毛和脱毛3种。
一、剪毛法
剪毛前先将动物适当固定，然后在选定部位先用剪刀小心将毛剪短，再用理发用的推剪或电动剃须刀沿皮缘修理，注意勿损伤皮肤。剪毛时需注意以下几点：①应把剪刀贴紧皮肤剪毛，必要时用拇指和食指拉紧皮肤剪毛，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤；②依次分批剪毛，不要乱剪；③剪下的毛集中放在一个容器内，容器内加水以防剪下的毛乱飞，勿遗留剪下的毛在手术部位或实验环境中，以免剪下的毛影响实验。
二、拔毛法
用拇指和食指将所需部位皮毛拔出，兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小鼠做尾静脉注射时常用此法。拔毛不但暴露了血管，又可刺激局部组织，起到了扩张血管利于操作的作用。也可用胶布或医用橡皮膏在去毛部位反复轻贴轻拉去毛。这些去毛方法简便，但毛囊易受损，一般需观察1～2天再进行实验。
三、脱毛法
脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术视野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。常用脱毛剂的配方如下。
配方一：硫化钠3g，肥皂粉1g，淀粉7g，加水适量调成糊状。
配方二：硫化钠8g，淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g，加水75ml。
配方三：硫化钠8g，溶于100ml水中。
以上脱毛剂配方适用于家兔、大白鼠、小白鼠等小动物的脱毛。
配方四：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水内，此配方适用于犬等大动物的脱毛。
目前市场上有不少脱毛化妆品，动物脱毛效果也较理想，且多无明显刺激及过敏现象。常用的有：①四肢净肤露，由中日合资大宝日化有限公司生产（编号为Q/SB0108-90）；②第二春亮肤露（脱毛霜），由上海第九制药厂生产〔厂址上海市康定路528号，（90）卫妆准字06-XK-0038号〕；③四方牌特效脱毛露（中国郑州华康日化厂出品）等。
使用上述各种脱毛剂时，都应在事先将皮毛剪短，以节省脱毛剂，并减少对皮肤的刺激反应。应用脱毛剂时用棉球蘸上脱毛剂薄层涂在脱毛局部或直接将脱毛剂涂在需脱毛局部，一般2～3min后，用温水清洗脱毛局部，以纱布擦干局部，涂一层油脂即可。也可按市售脱毛霜所附说明书进行脱毛。记住切不可用水浸润被毛，否则脱毛剂会顺被毛流入皮内毛根深处，损伤皮肤。
去毛的部位视不同动物及实验要求而定。常选用背部正中线两侧，大鼠、小鼠有时也选用腹部，去毛的面积取决于实验的要求和动物的大小，常用面积为小鼠1.5cm×2cm，大鼠和豚鼠约4cm×4.5cm，兔约为10cm×15cm。